3D-Zellkultur: Übersicht und Neuigkeiten

Auf dieser Seite versuchen wir eine Übersicht über die Grundlagen der 3D-Zellkultur von Zelllinien und primären Zellen zu geben. Es werden die Unterschiede zur klassischen 2D-Zellkultur erläutert und Beispiele für 3D-Modelle, Co-Kultur-Systeme und Anwendungsbereiche gegeben.

Wenn Sie mehr erfahren wollen, schauen Sie sich gerne unseren Kurs zur 3D-Zellkultur an.

Grundlagen der 3D-Zellkultur

Was ist 3D-Zellkultur und wie unterscheidet sie sich von 2D-Zellkultur?

Die klassische 2D-Zellkultur wird für adhärente Zellen auf einer weitgehend planaren Oberfläche, z. B. in Flaschen, Schalen oder Platten, durchgeführt. Die Zellen wachsen dabei meist als Monolayer und bilden Zell-Zell- und Zell-Matrix-Kontakte überwiegend innerhalb dieser Ebene aus. In 3D-Systemen sind die Zellen dagegen räumlich angeordnet und können Zell-Zell- und/oder Zell-Matrix-Interaktionen in mehreren Raumrichtungen ausbilden. Je nach Aufbau reicht das Spektrum von einfachen Zellaggregaten und Gelen bis zu komplexen Gewebe- und Organoidmodellen; Transwell-Systeme können je nach Konstruktion auch eher als Barriere-, Co-Kultur- oder 2,5D-Modelle einzuordnen sein.

3D-Systeme werden erzeugt durch Kultur in/auf:

• extrazellulärer Matrix (z. B. Matrigel)
• Gelen aus Kollagen, Laktat, Alginaten, Fibrin oder Hyaluronan
• Schwämmen und anderen Scaffolds
• hängenden Tropfen (Hanging-Drop-Methode)
• speziellen Kulturgefäßen
  (z. B. Sphäroidplatten)

Wie unterscheiden sich Zellen in 2D- und 3D-Modellen?

2D- und 3D-Kulturmodelle können zu deutlich unterschiedlichen Zellphänotypen und Versuchsergebnissen führen. In vielen Fragestellungen bilden 3D-Modelle die räumliche Zell-Zell- und Zell-Matrix-Umgebung eines Gewebes besser ab und können dadurch eine höhere physiologische bzw. klinische Relevanz erreichen. Bestimmte Differenzierungs-, Polarisierungs-, Gradienten- oder Gewebeorganisationsprozesse lassen sich in geeigneten 3D-Modellen wesentlich realistischer untersuchen. Das bedeutet jedoch nicht, dass 3D grundsätzlich besser als 2D ist. Die Aussagekraft hängt immer vom konkreten Zelltyp, Modell, Endpunkt und der Fragestellung ab, und zu jeder der nachfolgenden allgemeinen Regeln gibt es Ausnahmen. Auch Übersichtsarbeiten zu 2D- und 3D-Zellkultur weisen auf die Vorteile, aber ebenso auf die Grenzen, den höheren Aufwand und die modellspezifische Eignung von 3D-Systemen hin (Jensen & Teng, 2020). Folgende Merkmale und Eigenschaften können sich zwischen den Kultursystemen unterscheiden:

• Die Zellmorphologie (Form)
• Die Zell-Matrix-(Oberflächen)-Kontakte
• Die Zell-Zell-Kontakte
• Das Migrationsverhalten
• Das Proliferationsverhalten
• Das Differenzierungspotenzial
• Die Polarität der Zellen
• Reaktion auf zugeführte Agenzien und Testsubstanzen
• Die Sauerstoffversorgung, pO2
• Die Nährstoffversorgung

Vorteile und Nachteile der 2D- und 3D-Zellkultur?

Zusammenfassend kann man folgende Vorteile und Nachteile der beiden Modelltypen aufführen:

Die Tabelle beschreibt typische Tendenzen aus Literatur und praktischer Erfahrung. Je nach Zelltyp, 3D-System, Assay und Fragestellung können einzelne Punkte deutlich anders ausfallen.

Welche 3D-Zellkultur-Modelltypen gibt es?

Welche speziellen Kulturmaterialien gibt es für 3D-Zellkultur-Modelle?

Welche Beispiele für 3D-Modelle gibt es?

Beispiele für 3D-Zellkulturmodelle umfassen Hautmodelle, Schleimhautmodelle, Knorpelmodelle, Blut-Hirn-Schranke-Modelle, Transmigrationsassays, Sphäroide, Lebermodelle sowie Organ-on-a-Chip-, Multi-Organ-on-a-Chip- und andere mikrophysiologische Systeme (MPS). Diese Modelle können in Form von Reinkulturen oder als sogenannte Co-Kulturen oder gewebetypische Kulturen erstellt werden.

Ein Hautmodell zum Beispiel kann nur aus Keratinozyten bestehen und ist dann ein sogenanntes epitheliales Modell. Eine komplexere Version wäre ein Vollhautmodell mit Fibroblasten und Kollagen als Unterhautequivalent und Keratinozyten auf dieser unteren Schicht. Um eine vollständige in vitro Differenzierung zu erreichen, muss dann ein sogenannter Air-Lift durchgeführt werden.

Sphäroide können grob gesagt über drei Mechanismen hergestellt werden. Entweder platiert man sie auf hydrophobes Plastik, auf dem sie nicht adhärieren können, man platiert sie in hängenden Tropfen aus, in denen es nur oben eine Fläche gibt, aber die Zellen sinken nach unten, oder man kauft ein spezielles Medium, das die Zellen veranlasst, auch in normalem Plastik Sphäroide zu bilden. Ein Beispiel mit speziellem hydrophobem Plastik von PHCbi (Spheroid culture) ist nachfolgend schematisch dargestellt.

Blut-Hirn-Schrankenmodelle werden häufig in Transwells (s. o.) aufgebaut. Dabei werden beispielsweise Astrozyten im basolateralen Kompartiment und mikrovaskuläre Endothelzellen auf dem Insert kultiviert; komplexere Modelle können zusätzlich Perizyten oder weitere Zelltypen enthalten. Durch die interzelluläre Kommunikation kann sich eine dichte Barriere ausbilden. Je nach Zelltyp und Modell können TEER-Werte im Bereich mehrerer hundert Ω·cm² erreicht werden; Werte um 800 Ω·cm² sind in geeigneten Modellen möglich, aber keineswegs ein universeller Sollwert. Durch Zugabe von Komponenten ins obere Kompartiment und Messung im unteren Kompartiment kann man die Permeabilität bzw. BHS-Gängigkeit untersuchen.

Knorpelmodelle können aus Chondrozyten oder MSC hergestellt werden. Durch spezielle Differenzierungsmedien bringt man sie dazu, Knorpel zu bilden. Diese Modelle werden oft genutzt, um den Einfluss von z. B. Zug- und Druckbelastung oder Vibrationen zu testen.

Weiterführende Informationen

• Zellkultur-Plastik
• Coating (Beschichtungen) für Zellkultur-Plastik
• Zellkultur Bioassays – Überblick
• Zellkultur – Übersicht

Weiterführende Literatur: Jensen C, Teng Y. Is It Time to Start Transitioning From 2D to 3D Cell Culture? Frontiers in Molecular Biosciences (2020).

Autorin: Dr. Nicole Kühl | Fachlich geprüft von: Dr. Nicole Kühl | Zuletzt aktualisiert: 14.09.2026